Parma, gennaio 2001

QUALITÀ BIOLOGICA DEL SUOLO: ANALISI SVOLTE IN AREE DI IMPORTANZA TROFICA PER LA POPOLAZIONE DI OCCHIONE NIDIFICANTE NEL PARCO REGIONALE DEL TARO

A cura di: dott. Paola Peretti

MUSEO DI STORIA NATURALE
università DEGLI STUDI DI PARMA

INDICE

Parma, gennaio 2001 1

INDICE 1

PREMESSA 3

1. QUALITA’ BIOLOGICA DEL SUOLO (QBS) 3

1.1. INTRODUZIONE 3

1.2. PRELIEVO DEL CAMPIONE 4

1.3. ESTRAZIONE DEI MICROARTROPODI 4

1.4. ALLESTIMENTO DEI PREPARATI 4

1.5. DETERMINAZIONE DELLE FORME BIOLOGICHE (FB) 4

1.6. CALCOLO DEL QBS 5

Tabella 1 - Indici Ecomorfologici per il calcolo del QBS-ar 6

Note esplicative della tabella 1 6

Tabella 2 - Completa per il calcolo degli EMI dei Collemboli 7

Tabella 3 - Schema semplificato per il calcolo degli EMI dei Collemboli 9

Fig.1 – All’interno dell’area evidenziata sono ubicate le aree di campionamento 11

Fig.2 – Foto aerea n° 3024 20

Fig.3 – Foto aerea n° 3050 28

Fig.4 – Foto aerea n° 3051 35

2. MATERIALI E METODI 40

2.1. CARATTERIZZAZIONE DELLE AREE DI CAMPIONAMENTO 41

Fig. 5 – Area D – Erba medica Fig. 6 – Area I – Mais incolto 51

Fig. 7 – Area F – Erba medica Fig. 8 – Area B – Bietole incolto 60

2.2. MODALITA’ DI CAMPIONAMENTO E ANALISI DEI CAMPIONI 65

2.3. TRAPPOLE A CADUTA PER LA RACCOLTA DI MACROFAUNA 74

Fig.9 – Campione di suolo al momento del prelievo 80

Fig.10 – Selettore di Berlese-Tullgren in funzione 81

Fig. 11 – Trappola caduta per la raccolta di macrofauna 88

Fig. 12 – Prelievo del contenuto 95

3. RISULTATI E DISCUSSIONE 98

3.1. Qualità Biologica del Suolo 99

Tabella 4 - Dati relativi ai campioni di suolo prelevati nelle aree trofiche e nei rispettivi controlli 107

Tabella 5 - QBS-c e corrispondente QBS-ar. 165

3.2. Raccolta di macrofauna 185

Tab. 6 - Gruppi sistematici rinvenuti con trappole a caduta (sono riportati gli individui di dimensioni superiori a 1 cm). 192

Tab. 7 - Gruppi sistematici rinvenuti con trappole a caduta (sono riportati gli individui di dimensioni superiori a 1 cm). 226

Fig. 13 – Differenze rilevate con trappole a caduta per la raccolta di macrofauna. 260

4. BIBLIOGRAFIA CITATA E CONSULTATA 272

5. RINGRAZIAMENTI 326

6. APPENDICE 333

PREMESSA

Il suolo, in quanto strato basale degli ecosistemi terrestri, concorre a definirne la struttura ed il funzionamento; in rapporto a ciò, risulta fondamentale poterne determinare la qualità biologica e poter valutare il livello di biodiversità del popolamento edafico.

Nei sistemi naturali gli eventuali effetti di perturbazione vanno studiati a livelli di organizzazione superiori, quali sono quelli di popolazione e di comunità biologica; a tale scopo uno dei sistemi più promettenti è rappresentato dai bioindicatori. I microentomati costituiscono nel loro insieme una frazione rilevante dei microartropodi edafici e coprono uno spettro ambientale e dimensionale completo del popolamento edafico. Alcuni gruppi quali Collemboli e Proturi, che si sono evoluti nel suolo stesso e nelle sue dipendenze più strette, costituiscono un insieme di forme primitivamente edafiche, mentre altri, quali Ditteri e Coleotteri, si sono adattati alla vita edafica con le sole larve o, in alcuni casi, anche con gli stessi adulti. Negli organismi che vivono nel suolo è possibile evidenziare alcuni caratteri morfologici indicativi di un adattamento specifico all'ambiente edafico; tali caratteri possono essere più o meno evidenti in relazione per esempio al tempo che gli organismi considerati trascorrono nel suolo: si distinguono organismi edafoxeni, reperibili nel suolo solo occasionalmente, edafofili, che prediligono l'ambiente edafico pur potendolo abbandonare ed edafobi, che compiono nel suolo l'intero ciclo vitale. I microartropodi edafobi presentano quindi più sviluppati gli adattamenti convergenti, quali riduzione delle dimensioni e miniaturizzazione, riduzione di antenne, appendici ed eventuali organi deputati al salto, microatterismo o atterismo, assottigliamento dei tegumenti, spesso testacei e privi di pigmentazione, potenziamento delle strutture olfattive, dei chemiocettori ed igrocettori, riduzione degli organi deputati alla vista fino alla anoftalmia e potenziamento dell'organo postantennale nei collemboli. In base a questi caratteri è possibile ripartire gli organismi in gruppi omogenei dal punto di vista morfologico ed associare ad ogni gruppo un valore numerico, corrispondente ad una qualificazione della dipendenza di tali organismi dal suolo e dell'adattamento complessivo ad esso. La determinazione della Qualità Biologica del Suolo (QBS) permette di superare le difficoltà che caratterizzano un'analisi di tipo biocenotico, peraltro difficilmente realizzabile nel caso della pedofauna, e fornisce informazioni relative al livello di biodiversità della stazione in esame, attribuendo un peso maggiore alla presenza di forme "confinate" e quindi più sensibili all'eventuale degrado dell'ambiente in esame.

Il presenta lavoro è stato realizzato con la finalità di valutare la Qualità Biologica di aree di interesse trofico per la popolazione di Occhione (Burhinus oedicnemus (Linneo, 1758)) nidificante nel Parco Regionale del Taro.

1. QUALITA’ BIOLOGICA DEL SUOLO (QBS)

1.1. INTRODUZIONE

La fauna del suolo è costituita da organismi particolarmente sensibili ad alterazioni di origine naturale o antropica ed agli equilibri chimico fisici che caratterizzano questo ambiente, tali organismi sono quindi considerabili buoni indicatori.

La procedura qui descritta viene proposta per la valutazione della Qualità Biologica del Suolo mediante un indice sintetico (QBS), descrittore sia delle caratteristiche del popolamento di microartropodi del suolo, sia del livello di biodiversità della stazione in esame. Tale indice si basa sull’applicazione del criterio delle forme biologiche (Sacchi, 1971) ai microartropodi edafici, con il duplice intento di dare una valutazione del livello di adattamento alla vita ipogea e di superare, sotto il profilo operativo, le ben note difficoltà dell’analisi tassonomica a livello di specie. Nei microartropodi del suolo il livello di adattamento alla vita edafica è leggibile a livello dei caratteri somatici e, in particolare nei Collemboli, questo può essere fatto senza spingere la diagnosi fino al livello di specie. E’ evidente l’interesse applicativo di poter procedere alla caratterizzazione del popolamento edafico di una stazione, e quindi della stazione stessa, in maniera spedita, considerando che esistono tecniche consolidate che permettono di effettuare in maniera affidabile l’estrazione dei microartropodi presenti in un campione.

Le fasi principali per determinare il QBS di una stazione sono le seguenti:

· Prelievo del campione

· Estrazione dei microartropodi

· Allestimento dei preparati

· Determinazione delle forme biologiche (FB)

· Calcolo del QBS

1.2. PRELIEVO DEL CAMPIONE

Nella stazione in esame si individua un’area omogenea per pendenza, esposizione e copertura vegetale (se presente) ove procedere al prelievo di campioni; nel punto scelto è consigliabile, soprattutto in ambienti naturali, definire il profilo pedologico e prelevare suolo in quantità tale da poter eseguire anche analisi di tipo chimico-fisico. I campioni per la determinazione del QBS vanno raccolti in periodi non secchi e non dopo piogge abbondanti. Una volta individuata l’area si procede all’asportazione dell’eventuale copertura erbacea (solo la porzione epigea) e della lettiera (quest’ultima viene conservata a parte), si delimita una microarea di 10X10 cm e si scava con un’apposita paletta fino ad una profondità di circa 10cm (5 in suoli molto argillosi); il campione così raccolto (Fig. 9) viene riposto in un apposito sacchetto, etichettato e riposto in un luogo non esposto al sole o comunque non riscaldato. L’utilizzo di carotatori a sezione quadrata è limitato a suoli privi di scheletro e di apparati radicali cospicui. Il campionamento, da ripetersi periodicamente, implica ogni volta il prelievo di un solo campione per area in esame in quanto, al fine della determinazione della Qualità Biologica del Suolo, non sono determinanti né la densità né la distribuzione spaziale della popolazione.

1.3. ESTRAZIONE DEI MICROARTROPODI

Una volta raccolto, il campione viene trasportato in laboratorio avendo cura che non subisca forti sbalzi termici, e si procede, entro le quarantotto ore dal prelievo, ad estrarre l’atmobios.

L’estrazione si effettua con il selettore di Berlese-Tullgren (imbuto di 25 cm di diametro, setaccio con maglie di 2 mm, lampada da 60 Watt posta a 25 cm di altezza sopra il setaccio) (Fig.10). Il campione viene posto nel setaccio delicatamente, in uno strato omogeneo di circa 3 cm di altezza, avendo cura che non resti scoperta alcuna porzione della superficie del setaccio. Sotto l’imbuto viene posto un contenitore contenente un liquido fissatore (due parti di alcool etilico ed una di glicerina). Il dispositivo di estrazione va posto in un locale non disturbato e privo di sorgenti di vibrazioni; si raccomanda, durante l’operazione di stratificazione del campione nel setaccio, di porre sotto l’imbuto un contenitore senza liquido, il terriccio che vi cadrà verrà riposto sopra al campione stratificato. L’estrazione avrà una durata proporzionale al contenuto di acqua del campione (si possono adottare dispositivi che consentono di determinare la perdita di acqua dopo la selettura), in genere sono necessari almeno cinque giorni. Prima di sospendere l’estrazione si consiglia di sostituire il contenitore contenente il liquido fissatore con un secondo recipiente; il controllo di quest’ultimo, dopo ventiquattr’ore, permette di stabilire se l’estrazione sia o meno completa.

1.4. ALLESTIMENTO DEI PREPARATI

Posto termine all’estrazione si procede all’esame della selettura; questo si effettua sugli esemplari conservati nello stesso liquido di raccolta, utilizzando uno stereomicroscopio con ingrandimenti tra i 20X ed i 40X, versando il campione del contenitore di raccolta in una petri e ponendo sotto di essa un reticolo che agevola l’esame stesso. Per i Collemboli può essere utile una chiarificazione degli esemplari (ciò è necessario quando si ritenga di dover procedere ad un approfondimento tassonomico), in questo caso si consiglia l’utilizzo del liquido di Gisin (Gisin, 1960).

1.5. DETERMINAZIONE DELLE FORME BIOLOGICHE (FB)

Si procede quindi a rilevare le diverse forme biologiche presenti nella selettura: si ripartiscono gli esemplari presenti in gruppi il più possibile omogenei dal punto di vista morfologico o Forme Biologiche (FB); le FB sono quindi gruppi caratterizzati dall’avere gli stessi caratteri morfologici convergenti. Questa ripartizione viene fatta in base ai caratteri indicati nelle tabelle degli Indici Ecomorfologici (EMI), che permettono di associare ad ogni gruppo un valore numerico (Tab. 1). Nel caso della tabella 1 si procede preliminarmente alla ripartizione degli esemplari per grandi gruppi, come ivi indicato. La definizione dei gruppi omogenei è un’operazione molto delicata, in quanto può portare a valutazioni scorrette del QBS: se si attribuiscono FB diverse ad un unico gruppo si avrà una sottostima dell’indice, se si ripartiscono arbitrariamente esemplari della stessa FB a FB differenti, si avrà una sovrastima dell’indice. L’obiettivo della tabella 2 è appunto quello di minimizzare tali possibili errori. Gli EMI servono non solo per la valutazione del QBS della stazione, ma anche per verificare la congruenza tra QBS e caratteristiche mesologiche della stazione stessa. Nel caso non sia abbia una buona conoscenza delle diverse forme biologiche dei Collemboli, è possibile utilizzare la tabella 3, di uso più rapido, attraverso la quale si determina un valore EMI utilizzabile per il calcolo del QBS generale dei microartropodi. Si dispone quindi di due indici: quello relativo a tutti i microartropodi (Tab. 1), che indicheremo con QBS-ar, che ci fornisce una visione più ampia e complessiva del popolamento edafico, per il quale i valori degli EMI sono compresi tra 1 e 20; quello relativo ai soli Collemboli, che indicheremo con QBS-c, più specifico ma anche operativamente più difficile da determinare, per il quale i valori degli EMI sono compresi tra 0 e 40 (Tab.2).

1.6. CALCOLO DEL QBS

Una volta definiti gli EMI per i diversi gruppi si può procedere al calcolo del QBS, il quale è semplicemente la sommatoria dei differenti EMI. Vi è tuttavia una differenza tra il calcolo del QBS-ar e quello del QBS-c: quando si determina il QBS-ar, ai gruppi aventi caratteri morfologici di spiccato adattamento al suolo (ad esempio Proturi o Acari), è assegnato un singolo valore di EMI, mentre per i gruppi nei quali è possibile riconoscere differenti livelli di adattamento (ad esempio Collemboli o Coleotteri), è indicato un intervallo di valori (valori maggiori vengono assegnati alle specie maggiormente adattate alla vita nel suolo, l’attribuzione del valore di EMI viene fatta in base alle note esplicative della tabella 1). Se in un gruppo sono presenti più FB si adotta il valore più alto, corrispondente al massimo adattamento mostrato dal gruppo in quella stazione. Nel caso invece della determinazione del QBS-c, il valore dell’indice corrisponde alla sommatoria di tutti gli EMI rilevati in base alla tabella 2, nel caso si utilizzi tale valore per il calcolo del QBS-ar è necessario dividelo per due; nel caso invece si utilizzi la tavola riportata in tabella tre, il punteggio EMI scelto è direttamente utilizzabile per il calcolo del QBS-ar. Tale differenza è da attribuirsi al fatto che, nel caso del QBS-ar, la differenziazione tra le FB nell’ambito dei diversi gruppi non è omogenea (per alcuni gruppi si assume un’unica FB, per altri se ne adottano diverse).

Tabella 1 - Indici Ecomorfologici per il calcolo del QBS-ar
		Gruppo	Punteggio
		Proturi	20
		Dipluri	20
		Collemboli	1-20
		Microcoryphia	10
		Zygentomata	10
		Dermatteri	1
		Ortotteri	1-20
		Embiotteri	10
		Blattari	5
		Psocotteri	1
		Emitteri	1-10
		Tisanotteri	1
		Coleotteri	1-20
		Imenotteri	1-5
		Ditteri (larve)	10
		Altri olometaboli (larve)	10
		(adulti)	1
	Per altri microartropodi viene proposto il seguente punteggio:
		Pseudoscorpioni	20
		Palpigradi	20
		Opilionidi	10
		Araneidi	1-5
		Acari	20
		Isopodi	10
		Diplopodi	10-20
		Pauropodi	20
		Sinfili	20
		Chilopodi	10-20

Note esplicative della tabella 1

Per alcuni gruppi sistematici è indicato un solo valore di EMI, in altri casi un intervallo. Nel primo caso si tratta di un valore massimale ritenuto rappresentativo del livello di adattamento al suolo del gruppo stesso, nel secondo caso non si è ritenuto corretto attribuire un unico valore di EMI, data la variabilità di caratteri presenti all’interno del gruppo. Fatta eccezione per i Collemboli, per i quali è stato elaborato un apposito sistema di determinazione del valore di EMI (che andrà diviso per due, n quanto il valore massimo possibile è 40 e non 20 come nel sistema generale), per gli altri gruppi si applica il seguente sistema.

Ortotteri In generale il valore EMI è pari a 1, salvo il genere Grillotalpa (di agevole riconoscimento). Si osserva tuttavia che si tratta più propriamente di megafauna o macrofauna e pertanto non andrebbero conteggiati, come del resto i membri della famiglia Grillidae. Per essi l’EMI è uguale a 20.

Emitteri In generale perché forme per la maggior parte epigee o radicicole punti 1

Larve delle cicale, per le quali vale la precedente osservazione punti 10

Coleotteri Per le forme chiaramente epigee punti 1

I principali adattamenti alla vita endogena rilevabili

nell’ispezione diretta degli esemplari sono:

a) dimensioni inferiori ai 2 mm punti 4

b) tegumenti sottili, con colori, spesso testacei punti 5

c) microatterismo o attesismo (relativamente alle ali

metatoraciche, carattere rilevabile per trasparenza) punti 5

d) microoftalmia o anoftalmia punti 5

Imenotteri In generale punti 1

Formicidi punti 5

Araneidi Forme piccole e scarsamente pigmentate punti 5

Forme superiori ai 5 mm punti 1

Diplopodi Forme superiori ai 5 mm punti 5

Forme inferiori ai 5 mm punti 20

Chilopodi Forme superiori ai 5 mm, ma con zampe ben sviluppate punti 10

Altre forme punti 20

Tabella 2 - Completa per il calcolo degli EMI dei Collemboli
Carattere			Punteggio
			EMI
Dimensioni
-	grandi	> 3 mm	0
-	medie	2 - 3 mm	2
-	piccole	< 2 mm	4
Pigmentazione
-	con livrea complessa (es. Orchesella, Seira)		0
-	con livrea semplice (es. Isotomurus, Tomocerus)		1
-	concolore (o limitata alle appendici, distalmente)		3
-	assente		6
Fanere ed altre strutture tegumentarie
-	grande sviluppo di macrochete e/o squame, presenza
	di tricobotri		0
-	ricoprimento modesto di fanere		1
-	specializzazione topografica delle chete, ridotte di numero,
	sensilli particolari sulle antenne, PAO presente, AD
	presenti (questi caratteri possono non essere tutti presenti)		3
-	poche chete, sensori e strutture particolari presenti in
	più parti del corpo		6
Anoftalmia
-	8 + 8 ocelli		0
-	6 + 6 ocelli		2
-	da 5 + 5 a 1 + 1		3
-	0 + 0		6
Antenne
-	antenne molto più lunghe della diagonale del capo		0
-	circa equidimensionali		2
-	più corte		3
-	molto ridotte (spesso con sensilli particolari)		6
Zampe
-	molto sviluppate		0
-	mediamente sviluppate		2
-	corte		3
-	ridotte o con empodio ridotto o assente, unghia
	spesso senza denticolazioni		6
Furca
-	molto sviluppata		0
-	mediamente sviluppata		2
-	poco sviluppata con riduzione del numero di setole		3
-	assenza di mucrone e/o alterazione della forma del
	manubrio e dei denti		5
-	assenza della furca o sua riduzione a rudimento		6
Si osserva che l'EMI calcolato con questa tabella ha come valore massimo 40 pertanto
può essere utilizzato per il calcolo del QBS-ar solo dopo averlo diviso per due.

Tabella 3 - Schema semplificato per il calcolo degli EMI dei Collemboli
	Carattere	Punteggio
		EMI
1)	Forme francamente epigee: appendici allungate, ben sviluppate,
	apparato visivo (macchia ocellare e occhi) ben sviluppato, dimensioni	1
	medie o grandi, presenza di livrea complessa
2)	Forme epigee non legate alla vegetazione arborea, arbustiva o erbacea
	con buon sviluppo dele appendici, con forte sviluppo (eventualmente)	2
	di setole o copertura fortemente protettiva di squame, apparato
	visivo ben sviluppato
3)	Forme di piccola dimensione (ma non necessariamente) con medio
	sviluppo delle appendici, apparato visivo sviluppato, livrea modesta,	4
	forme generalmente limitate alla lettiera
4)	Forme emiedafiche con apparato visivo in genere sviluppato, appendici
	non allungate, livrea concolore	6
5)	Forme emiedafiche con riduzione del numero di ocelli, appendici poco
	sviluppate, talvolta con furca ridotta o assente, presenza di pigmentazione	8
6)	Forme euedafiche con pigmentazione assente, riduzione o assenza di
	ocelli, furca presente ma ridotta	10
7)	Forme francamente euedafiche: depigmentate, prive di furca, appendici
	tozze, presenza di struttura tipiche come pseudooculi, PAO sviluppato	20
	(carattere non necessariamente presente), strutture sensoriali apomorfiche
Il punteggio EMI determinato in base alla presente tabella può essere direttamente utilizzato
per il calcolo del QBS-ar.

Fig.1 – All’interno dell’area evidenziata sono ubicate le aree di campionamento

Fig.2 – Foto aerea n° 3024

Fig.3 – Foto aerea n° 3050

Fig.4 – Foto aerea n° 3051

2. MATERIALI E METODI

2.1. CARATTERIZZAZIONE DELLE AREE DI CAMPIONAMENTO

Le aree di indagine sono state individuate attraverso indicazioni fornitemi dai ricercatori responsabili del monitoraggio della popolazione di Occhione. Questa specie infatti si riproduce nel greto del fiume Taro ed utilizza aree perifluviali per il foraggiamento. Sono stati prelevati ed analizzati campioni di suolo provenienti da ciascuna delle otto aree scelte dagli uccelli come siti di foraggiamento ed individuate mediante radio-tracking; per ciascuna di esse è stata scelta come controllo un’area limitrofa che non risultava essere di interesse trofico per gli Occhioni. Essendo E ed F caratterizzati da colture diverse ma tra loro confinanti, è stato scelto per entrambi un unico controllo L (Fig. 4).

Ogni area è contraddistinta da una lettera ed ogni campionamento in essa effettuato da un numero romano (ad esempio: A II corrisponde al secondo campionamento dell’area A).

Le aree contrassegnate dalle lettere A, B, C, D, E, F, G, indicate nelle foto aeree con il colore rosso, indicano zone di foraggiamento, dove sono stati effettuati tre campionamenti successivi, le aree H, I, L, M, N, O, P, Q, indicate con il colore giallo, corrispondono alle aree di controllo, studiate ciascuna con due campionamenti successivi (Fig. 2, 3, 4).

Le 15 aree sono localizzate dalla parte sinistra rispetto al fiume Taro (Fig.1) e solo A ed il corrispondente controllo M si trovano all’interno del territorio delimitato ad est dal fiume e ad ovest dall’autostrada A15, mentre le rimanenti sono localizzate ad ovest rispetto all’autostrada. A, E, F, G, L, M, N, sono ubicate nel comune di Noceto, H, I, D, B, C, O, P, Q, nel comune di Medesano.

I terreni analizzati erano tutti adibiti ad uso agricolo: le aree M, E ed R sono rimaste prato stabile durante l’intero periodo di campionamento mentre A è stata mantenuta a prato fino all’inizio dell’autunno, dopo il quale è stata seminata a frumento; l’area B è stata coltivata a bietole durante il periodo estivo ed è successivamente rimasta incolta; P, D, F, N, ed O erano coltivazioni di erba medica, mentre C, Q, I, G, ed H, coltivate a mais in primavera, sono rimaste incolte durante tutto il periodo estivo, al termine del quale solo H è stata arata.

Fig. 5 – Area D – Erba medica Fig. 6 – Area I – Mais incolto

(ottobre 2000) (ottobre 2000)

Fig. 7 – Area F – Erba medica Fig. 8 – Area B – Bietole incolto

Area E – Prato stabile (ottobre 2000)
(ottobre 2000)

2.2. MODALITA’ DI CAMPIONAMENTO E ANALISI DEI CAMPIONI

All’interno dell’area prescelta veniva individuata una zona omogenea come pendenza, esposizione e copertura vegetazionale, si asporta la porzione epigea dell’eventuale copertura erbacea e della lettiera (se presente) e si procedeva al prelievo di una “mattonella” di suolo avente dimensioni di 10x10 cm e profonda circa 10-15 cm (Fig. 9). Per il campionamento non è stato utilizzato un carotatore in quanto l'uso di questo strumento è limitato a suoli privi di scheletro e di apparati radicali cospicui, inoltre le percussioni necessarie per inserirlo nel terreno influiscono negativamente sulle condizioni della fauna edafica. Ogni campionamento prevedeva il prelievo di un solo campione per ogni area in esame.

I campioni non potevano essere raccolti in ogni periodo dell’anno, ma solo quando è massima la biodiversità, quindi non durante i periodi estremamente caldi oppure dopo piogge abbondanti o forte vento. La prima serie analizzata è stata prelevata a partire dal 17/05/2000, subito dopo l’individuazione delle aree di interesse trofico per gli Occhioni, mentre durante la seconda metà del mese di giugno l’elevata temperatura ha reso impossibile proseguire. Il campionamento è ripreso il 09/10/2000 ed è stato in parte ostacolato dall’elevata piovosità dei mesi autunnali.

Durante la raccolta dei campioni sono state rilevate la temperatura del terreno e quella dall’aria (misurate in °C), registrate l’ora del prelievo e le condizioni meteorologiche locali. I campioni raccolti venivano portati in laboratorio avendo cura di evitare sbalzi termici, a cui la fauna edafica è particolarmente sensibile, e qui sono stati calcolati per ognuno l’acqua in esso contenuta e l’acqua di ritenzione. Per il campione PI non è stato possibile calcolare l’acqua in esso contenuta per difficoltà tecniche.

I campioni di suolo venivano poi sistemati nel selettore di Berlese -Tullgren (Fig. 10), dove rimanevano per un periodo di circa 12 giorni. Questo metodo di estrazione della mesofauna e della macrofauna di minori dimensioni sfrutta i tropismi degli organismi edafici, essi infatti tendono a sfuggire sia l’innalzamento termico sia la continua riduzione della disponibilità di acqua contenuta nel campione, dovute alla costante evaporazione causata dalla lampada. Gli individui estratti cadevano nel recipiente contenente il liquido fissatore (alcol e glicerina in proporzioni di 3:1). Dopo circa una settimana il recipiente di raccolta veniva sostituito, al fine di verificare se l’estrazione avvenuta durante la prima settimana fosse stata completata.

Per migliore conferma del metodo da ciascuna delle aree A, B, D ed E, in data 19/06/2000, sono stati raccolti contemporaneamente due campioni di suolo, uno dei quali è stato posto in un selettore con lampadina da 60 w mantenuta costantemente accesa, mentre l’altro in un selettore equivalente la cui lampada è rimasta spenta. Questo con lo scopo di verificare se la costante evaporazione e la continua riduzione della disponibilità di acqua indotte dal calore della lampada potessero favorire l’estrazione della fauna edafica. I campioni ottenuti per selettura senza lampada sono indicati con un asterisco: A II*, B II*, D II*, E II*.

In ciascuno dei campioni ottenuti per selettura si è proceduto alla determinazione dei gruppi presenti. Nel caso dei microartropodi è stato fatto un riconoscimento a livello di ordine e ad ogni gruppo sono stati associati i corrispondenti valori numerici degli EMI, la cui sommatoria ci fornisce il QBS-ar.

Per un ulteriore approfondimento dello studio del popolamento edafico sono stati individuati quattro campioni aventi colture diverse (mais, bietole, erba medica e prato stabile) e per ciascuno di questi è stato calcolato il QBS-c.

2.3. TRAPPOLE A CADUTA PER LA RACCOLTA DI MACROFAUNA

A completamento del quadro faunistico, all’interno dell’area A e del corrispondente controllo I sono state posizionate due serie di 10 di trappole a caduta per ciascuna area, per un totale di 40 trappole. Queste consistevano in recipienti di plastica del diametro di 7cm e profonde 9,5cm, parzialmente riempite con Glicole etilenico monoetiletere, interrate a livello del suolo e coperti con una pietra mantenuta leggermente sollevata ad una delle estremità (Fig. 11). In entrambe le aree sono state interrate in due fasi successive 10 trappole, disposte in due file parallele, ad una distanza di circa quattro metri l’una dall’altra. 20 trappole (rispettivamente 10 nell’area A e 10 nell’area I), sono state posizionate in data 01/10/2000 e mantenute in loco fino al 12/10/2000; altre 20, disposte in modo equivalente, sono state posizionate in data10/11/2000 rimosse il 06/12/2000. L’elevata piovosità che ha caratterizzato il mese di novembre ha in parte ostacolato la raccolta di macrofauna ed è per questo motivo che la seconda serie di trappole è stata lasciata in loco per in periodo di tempo più lungo.

Ogni due giorni venivano controllate le singole trappole e prelevato il contenuto (Fig.12). Al fine di comparare i dati relativi alle trappole dell’area D con quelli del corrispondente controllo, sono state calcolate le sommatorie, in valore assoluto, delle differenze dei totali degli individui appartenenti a ciascuno dei gruppi sistematici rinvenuti durante l’intero periodo di campionamento (Fig.13)

Fig.9 – Campione di suolo al momento del prelievo

Fig.10 – Selettore di Berlese-Tullgren in funzione

Fig. 11 – Trappola caduta per la raccolta di macrofauna

Fig. 12 – Prelievo del contenuto

3. RISULTATI E DISCUSSIONE

3.1. Qualità Biologica del Suolo

Come esposto nell’introduzione lo scopo di questa indagine è stato quello di caratterizzare sotto il profilo edafologico gli ambienti utilizzati a scopo trofico dall’Occhione. Le tecniche adottate (analisi dei microartropodi edafici per la valutazione del QBSI e trappolaggio della macrofauna) si sono dimostrate affidabili, permettendo di arrivare ad alcune considerazioni conclusive. In tabella 4 vengono riportati i dati relativi ai campionamenti effettuati nel corso dell’intero periodo di studio. I dati dei singoli campioni sono riportati in appendice. Osservando i dati raccolti emerge come i campioni di prato stabile siano quelli con valori di QBS-ar mediamente più alti (valore medio 117,44), raggiungendo con 196 il valore più alto; in tali campioni sono stati rinvenuti microartropodi particolari, quali Folsomides parvulus, collembolo caratteristico di suoli periodicamente esondabili, esemplari di dipluro Japygidae e di proturi, ordini caratteristici di suoli stabili e maturi. I suddetti suoli presentano anche i valori maggiori di acqua di ritenzione, ad eccezione dei campioni E II ed E II*, prelevati sull’argine ai bordi del prato stabile, in una zona con particolari caratteristiche granulometriche, dove il suolo è, con buona probabilità, sabbioso ed incoerente. I campioni prelevati in colture di erba medica presentano valori di QBS-ar mediamente inferiori a quelli del prato stabile (valore medio 90,75), raggiungendo il valore massimo di 141; anche nel campione O I è stato rinvenuto un esemplare di dipluro Japygidae, ed è interessante sottolineare la presenza nel campione D I di pseudoscorpioni, caratteristici di suoli maturi. L’acqua di ritenzione presenta valori comparabili a quelli dei campioni di prato stabile ad eccezione del campione O II. I campioni provenienti da campi di mais hanno valori di QBS-ar mediamente inferiori (valore medio77,08) a quelli calcolati per i campioni di erba medica, anche se sono emersi casi in cui i valori raggiunti sono comparabili a quest’ultimi (il campione Q II raggiunge valore 100). Infine i suoli provenienti da campi coltivati a bietola presentano i valori di QBS-ar più bassi (valore medio 59,5). L’acqua di ritenzione dei campioni di mais e bietola presenta valori comparabili a quelli del prato stabile.

Per quanto riguarda i valori relativi all’acqua contenuta nei campioni è emerso un effetto stagionale, riscontrabile nella minor percentuale che caratterizza i campioni prelevati nel mese di giugno, fattore che dovrà essere tenuto in considerazione nella programmazione di eventuali campionamenti successivi.

Confrontando tra loro i valori medi dei QBS-ar calcolati per le quattro diverse colture che caratterizzano le aree esaminate, emerge come i valori maggiori caratterizzano i prati stabili, di poco inferiori sono quelli relativi ai campi di erba medica; i valori calcolati per le colture di mais sono inferiori a quelli delle colture di erba medica, mentre i valori più bassi caratterizzano le colture di bietola. Il metodo utilizzato è stato applicato in ricerche condotte in 8 diverse aree padane, localizzate rispettivamente in pianura, in bassa collina ed in alta collina (sopra i 1000 m), dove sono stati analizzati sia ecosistemi prativi e forestali spontanei (non sottoposti ad interventi umani), sia colture tra loro differenti quali mais, bietole, frumento e terreni adibiti a pioppeto (Gardi & Parisi, 2000; Ampollini, 2000; D’Avino, 2000; Scalvenzi, 2000, Visentini, 1999). Mediante l’applicazione dell’indice è stato possibile verificare come i suoli delle coltivazioni di mais e bietole hanno valori di QBS-ar bassi (< 50), mentre gli ecosistemi forestali sono quelli che presentano valori più alti (anche > 200). Possiamo affermare che i valori di Qualità Biologica del Suolo determinati nelle aree esaminate sono da considerarsi elevati rispetto a quelli di suoli analizzati in altre aree aventi lo stesso tipo di coltura, questo è con buona probabilità da attribuirsi al fatto che non si tratta di colture intensive, dove l’intervento umano è frequente e spesso devastante dal punto di vista biologico.

Per quanto riguarda il confronto tra le aree di interesse trofico per l’Occhione ed i rispettivi controlli, in 5 casi su 8 i valori di QBS-ar delle aree trofiche sono risultati inferiori a quelli dei rispettivi controlli; non è quindi emersa nessuna differenza significativa nei valori di QBS-ar tra le aree trofiche ed i rispettivi controlli. Possiamo comunque affermare che le aree di importanza trofica per l’Occhione sono tutte caratterizzate da valori elevati di QBS-ar.

I risultati relativi all’indice QBS-c confermano le differenze rilevate tra le diverse colture con l’indice QBS-ar (correlazione di 0,891) (Tab. 5). I dati relativi ai singolo campioni sono riportati in appendice.

Tabella 4 - Dati relativi ai campioni di suolo prelevati nelle aree trofiche e nei rispettivi controlli
Campione		Coltura	Data	Ora	T° al suolo (in °C )	T° aria (in °C )	Acqua contenuta nel campione	Acqua di ritenzione	QBS-ar
A	I	prato stabile	17/05/2000	9,30	23	20,5	13,06%	40,09%	147
	II - II*	prato stabile	19/06/2000	15,00	33	31	6,52%	50,59%	77 - 57*
	III	seminato frumento	13/12/2000	13,20	10	11	18,32%	38,65%	65
M	I	prato stabile	28/11/2000	11,30	9	11	17,79%	45,71%	132
	II	prato stabile	13/12/2000	13,15	10	10	22,91%	44,69%	97
B	I	bietole	17/05/2000	11,00	24,5	27	12,50%	36,74%	67
	II - II*	bietole	19/06/2000	15,30	26	28	7,38%	41,66%	52 - 42*
	III	incolto	09/10/2000	10,40	14,5	17	16,41%	43,91%	51
P	I	erba medica	24/11/2000	10,40	9,5	8,5	nc	44,37%	48
	II	erba medica	12/12/2000	11,15	10	7	23,33%	49,43%	77
C	I	mais	17/05/2000	11,15	19,5	25	12,73%	35,06%	73
	II	mais raccolto	09/10/2000	10,50	15	15,5	18,11%	39,12%	85
	III	mais raccolto	24/11/2000	10,15	9,5	8,5	19,81%	40,05%	80
Q	I	mais raccolto	24/11/2000	10,15	9,5	8,5	15,65%	44,22%	60
	II	mais raccolto	12/12/2000	11,20	9	7	23,15%	47,75%	100
D	I	erba medica	17/05/2000	11,30	21,8	28	12,68%	40,83%	78
	II - II*	erba medica	19/06/2000	15,20	26	27	10,76%	44,15%	59 - 53*
	III	erba medica	09/10/2000	12,00	15,7	17	17,08%	47,70%	79
I	I	mais incolto	09/10/2000	11,10	16	18	17,31%	42,76%	92
	II	mais incolto	24/11/2000	11,30	10	8,8	15,26%	42,33%	78
Campione		Coltura	Data	Ora	T° al suolo (in °C )	T° aria (in °C )	Acqua contenuta nel campione	Acqua di ritenzione	QBS-ar
E	I	prato stabile	02/06/2000	9,30	22	23	16,37%	60,36%	101
	II - II*	prato stabile	19/06/2000	15,50	27	29	6,83%	8,63%	196 - 162*
	III	prato stabile	09/10/2000	9,45	16,5	15	25,58%	72,07%	99
L	I	prato stabile	09/10/2000	10,10	16,5	15	21,34%	59,34%	91
	II	prato stabile	24/11/2000	9,30	10	9	17,06%	44,85%	117
F	I	erba medica	02/06/2000	9,40	23	23	14,87%	45,08%	112
	II	erba medica	09/10/2000	9,55	17	15	19,64%	53,93%	141
	III	erba medica	24/11/2000	12,20	10	7,5	15,22%	47,65%	128
L	I	prato stabile	09/10/2000	10,10	16,5	15	21,34%	59,34%	91
	II	prato stabile	24/11/2000	9,30	10	9	17,06%	44,85%	117
G	I	mais	02/06/2000	10,05	30	26	16,60%	40,12%	46
	II	mais	09/10/2000	12,30	16,5	19,5	21,76%	47,14%	98
	III	mais	24/11/2000	11,45	10	8	24,51%	48,65%	65
N	I	erba medica	24/11/2000	12,05	9,5	7,8	19,45%	45,68%	93
	II	erba medica	12/12/2000	10,40	10	7	23,67%	51,75%	134
H	I	mais	02/06/2000	10,30	24	24,5	13,26%	42,40%	61
	II	mais incolto	28/11/2000	11,50	7	9	22,97%	49,28%	87
	III	arato	23/12/2000	12,15	9	11	23,30%	47,24%	147
O	I	erba medica	28/11/2000	12,10	6	8	21,68%	42,76%	103
	II	erba medica	13/12/2000	11,20	10	10	24,06%	33,21%	37
	aree trofiche			controlli
	* : campioni ottenuti con selettore senza lampada

Tabella 5 - QBS-c e corrispondente QBS-ar.
	Campione	Coltura	QBS-ar	QBS-c
	B II	Bietole	52	65
	D III	Erba medica	79	67
	H III	Mais incolto	147	92
	E II	Prato stabile	196	201
			r = 0,891
			QBS-c = 2,288 + 0,8773(QBS-ar)

3.2. Raccolta di macrofauna

In tabella 6 ed in tabella 7 vengono riportati i gruppi sistematici rinvenuti con le trappole a

caduta. I dati relativi alle singole trappole vengono riportati in appendice.

Analizzando i dati raccolti emerge come, considerando l’area trofica D durante il primo periodo di campionamento, il gruppo quantitativamente più numeroso sia quello degli stafilinidi, gli opilionidi sono presenti con un numero di individui di poco inferiore, mentre carabidi, isteridi, limacidi, blattari, formicidi, ortotteri e larve di coleotteri sono presenti con valori tra loro comparabili. Considerando l’area di controllo I durante lo stesso periodo di campionamento emerge come il gruppo più numeroso siano i limacidi; stafilinidi, carabidi, formicidi, ditteri e ortotteri sono presenti con un numero inferiore di individui.

Considerando i dati relativi al secondo periodo di campionamento emerge come nell’area D i diplopodi siano presenti in numero decisamente superiore, limacidi e lombrichi sono presenti con valori tra loro comparabili, numericamente inferiore rispetto a questi ultimi è invece la presenza di larve di coleotteri. Nell’area I prevalgono numericamente i ditteri, lombrichi, limacidi e larve di coleotteri sono presenti con valori tra loro comparabili, larve di ditteri e carabidi con valori inferiori. E’ interessante notare che all’interno delle trappole disposte in quest’area sono stati rinvenuti due esemplari di Triturus carnifex (Laurenti,1768). L’insieme dei dati mostra come, sia nelle aree trofiche sia in quelle di controllo, sono presenti molti dei gruppi zoologici che rientrano nella dieta dell’Occhione. Il fatto di non aver rilevato una sostanziale differenza, per quanto concerne questo tipo di analisi, tra le aree esaminate, nonostante la cospicuità dei dati, sembra indicare che il differente utilizzo di queste aree da parte dell’Occhione vada ricercato in altri aspetti degli ambienti considerati. Nonostante il carattere preliminare dei dati raccolti, che andrebbero confermati da ricerche condotte per un più lungo periodo di tempo data la complessità del mosaico ambientale, riteniamo di estrema importanza, al fine della qualità biologica del suolo, le dimensioni relativamente modeste dei campi coltivati, la pratica di colture differenti in campi tra loro confinanti e la diffusa presenza di siepi, filari di viti ed alberi ad alto fusto. Questo complesso mosaico ambientale, estremamente articolato, favorisce con buona probabilità la ricolonizzazione del suolo da parte dei microartropodi, quando questo viene impoverito dalle pratiche agricole, ed indirettamente anche dei rappresentanti della macrofauna importanti per il regime alimentare dell’Occhione.

Tab. 6 - Gruppi sistematici rinvenuti con trappole a caduta (sono riportati gli individui di dimensioni superiori a 1 cm).
Periodo di campionamento			1 - 12 ottobre 2000
Area	D (area trofica)											I (area trofica)
Coltura	erba medica											mais incolto
	trappole											trappole
Gruppi sistematici	1	2	3	4	5	6	7	8	9	10	TOTALE	1	2	3	4	5	6	7	8	9	10	TOTALE
Stafilinidi	3	1	10	4	2	3	1		1		25		1		6	1	3	1	2	1	3	18
Carabidi	2	2		3			1	1	1		10	1	2		1	1	1	4		3	3	16
Isteride			2		2	4					8											0
Curculionidi	2				1	1					4											0
Elateridi											0											0
Chilopodi			1						1		2									1		1
Diplopodi		1									1											0
Limacidi	3	1	1		3					1	9		3		3	1	4	4	2	1	7	25
Lombrichi											0									1		1
Larve di Ditteri											0									1		1
Larve di Lepidotteri											0											0
Larve di Coleotteri	4	1	1	1	1	1			2		11	1				1			1	1		4
Omotteri	3		1								4						1					1
Eterotteri											0	1						2				3
Opilionidi	3	5	3	4		1			2	3	21							1				1
Aracnidi			2		1						3											0
Pseudoscorpioni				1							1											0
Ditteri	3			1				1			5						3	3			4	10
Imenotteri	1		2								3											0
Ortotteri		1	4		1	1					7	1	2		2	1				1		7
Isopodi			2	1	2						5		1									1
Blattari	5		2	1	1		1				10	1	1		1							3
Formicidi					3		1		3	3	10	2	3	2			3				3	13
Soricidi								1			1											0
Tritoni											0											0

Tab. 7 - Gruppi sistematici rinvenuti con trappole a caduta (sono riportati gli individui di dimensioni superiori a 1 cm).
Periodo di campionamento	10 novembre - 6 dicembre											10 novembre - 6 dicembre
Area	D (area trofica)											I (area trofica)
Coltura	erba medica											mais incolto
	trappole											trappole
Gruppi sistematici	1	2	3	4	5	6	7	8	9	10	TOTALE	1	2	3	4	5	6	7	8	9	10	TOTALE
Stafilinidi			1	1							2		1		1	1				1		4
Carabidi					2		2		1	1	6		1	1	2	1				2	2	9
Isteride											0											0
Curculionidi											0											0
Elateridi											0											0
Chilopodi										1	1	1	1									2
Diplopodi	5	21	4	23	40	13	33	14	20	12	185				1							1
Limacidi		1	5	4	2	10	3	6	3	4	38		3	2	1	2	4	2	8	1	1	24
Lombrichi		15	2	6	1	5	1	1	5	3	39	1	6	3	3	6	2	4		3	1	29
Larve di Ditteri		3					2				5	3	2	2	1			1	2	1	1	13
Larve di Lepidotteri			1				1			1	3		2		1						4	7
Larve di Coleotteri		5	3		4	3	1			1	17		1		3	5		2	1	8		20
Omotteri											0											0
Eterotteri											0											0
Opilionidi											0											0
Aracnidi		1						1			2											0
Pseudoscorpioni											0											0
Ditteri		3		2				1			6	27	20	7	7	1	20	2	16	11		111
Imenotteri											0											0
Ortotteri											0											0
Isopodi	1	2			2			1		2	8											0
Blattari											0											0
Formicidi											0				1							1
Soricidi											0											0
Tritoni											0		1						1			2

Fig. 13 – Differenze rilevate con trappole a caduta per la raccolta di macrofauna.

D : area trofica

I : controllo

Σ : sommatoria in valore assoluto delle differenze dei totali degli individui appartenenti a ciascuno dei gruppi sistematici (Tab. 5, Tab. 6).

Le date si riferiscono ai periodi di campionamento.

4. BIBLIOGRAFIA CITATA E CONSULTATA

ALVAREZ T., GEOFF K., GOULSON F., GOULSON D., 2000, The role of hedgerows in the recolonisation of arable fields by epigeal Collembola, Pedobiologia, 44, 516-525.

AMPOLLINI D., 2000, Contributo dei microartropodi nella valutazione della qualità biologica del suolo, Tesi di laurea, Università degli studi di Parma.

D'AVINO L., 2000, Ipotesi di riconversione ecocompatibile dell'agricoltura intensiva, Tesi di laurea, Università degli studi di Parma.

BONAVITA P., CHEMINI C, 1996, Structures and indicator role of carabid assemblages from wet areas of the province of Trento, Italian Alps (Coleoptera, Carabidae), Quad. Staz. Ecol. civ. Mus. St. nat. Ferrara, 10, 107-123.

COINEAU Y., CLEVA R., DU CHATENET G., 1997, Ces animaux minuscules qui nous entourent, Delachaux et Niestlè, Paris.

GARDI C., PARISI V., in press, Confronto tra bioindicatori e parametri chimico-fisici nella valutazione della qualità di suoli soggetti a diverse forme d'uso. Convegno "Indicatori per la qualità del suolo: prospettive ed applicabilità". Roma, 29/03/2000.

GREEN R.E.,TYLER G.A., BOWDEN C.G.R.,2000, Habitat selection, ranging behaviour and diet of stone curlew (Burhinus oedicnemus) in southern England, Journal of zoology, 250 (2), 161-183.

GHISIN H, 1960, Collembolenfauna Europas, Museum D' Histoire Naturelle, Genève.

MATTHEY W., DELLA SANTA E., WANNENMACHER C.,1992, Guida pratica all'ecologia, Zanichelli, Bologna.

PROVINI A., GALASSI S.,MARCHETTI R., 1998, Ecologia applicata, CittàStudiEdizioni, Torino.

PARISI V., 1974, Biologia e ecologia del suolo, Boringhieri, Torino.

RAVASINI M., 1995, L'avifauna nidificante nella provincia di Parma, Editoria Tipolitotecnica di Sala Baganza, Parma.

A.A. V.V., 1994, Il Parco Fluviale Regionale del Taro, Regione Emilia - Romagna.

SACCHI C.F., TESTARD P., 1971, Ecologie animale, Doin, Parigi.

SCALVENZI M., 2000, Lo smaltimento dei rifiuti in discarica: il caso della discarica di "Pian di Tiedoli" (media val Taro), Tesi di laurea, Università degli studi di Parma.

VISENTINI D., 1999, Ricerche su ambienti ripariali del parco dello Stirone dopo interventi di ingegneria naturalistica, Tesi di laurea, Università degli studi di Parma.

5. RINGRAZIAMENTI

Rivolgo al Prof. V. Parisi, direttore del Museo di Storia Naturale, un ringraziamento particolare per la guida che sempre sa essere.

Grazie anche alla dott.ssa Menta, amica e collaboratrice in ogni momento disponibile. Non mi sarebbe stato possibile svolgere questo lavoro senza la collaborazione della Prof. Mezzadri, del dott. Bulla, di Franca,compagna di tante uscite, e di Giorgia. Grazie anche alla dott.ssa Pollonara, al dott. Giunchi ed ai guardaparco Zinelli e Carini, che più di una volta ho disturbato.

6. APPENDICE

(Omissis….)